Актинобациллезная (гемофилезная)

интраназальном заражении составила 354 млн.м.к., внутрибрюшинном - 594

млн.м.к., подкожном - 1,414 млд.м.к.. При всех способах заражения с

различной частотой обнаруживали развитие серозно-фибринозного плеврита,

перитонита, реже перикардита. После интраназальной инокуляции у 100%

животных отмечали развитие катаральной пневмонии. У павших животных

культуры возбудителя наиболее часто выделяли из поражённых серозных

оболочек и реже - из паренхиматозных органов.

ЛД50 культуры H.parasuis при внутрибрюшинном введении штамма серовара

С составила [pic], [pic], [pic], [pic]. Белые мыши, как и морские свинки

были более чувствительны к внутрибрюшинному (ЛД50=1,414 млрд.м.к.) и

интраназальному (ЛД50=1,549 млрд.м.к.) способам заражения при устойчивости

к подкожному введению культуры. Патологоанатомические изменения у мышей и

морских свинок были однотипны.

С нашей точки зрения, морских свинок можно рассматривать как наиболее

удобную модель для биопробы и изучения пато - и иммуногенеза инфекции,

вызываемой H.parasuis.

В опытах на поросятах-отъёмышах показано, что гемофилёзный

полисерозит может быть воспроизведён при интраназальном, трахеальном,

внутрибрюшинным и внутривенном введении культуры H.parasuis. Учитывая

экологию возбудителя, можно констатировать, что естественными входными

воротами инфекции являются дыхательные пути. При трахеальном заражении

первые клинические симптомы в виде угнетения и повышения температуры тела

отмечаются через 6-8 часов, позднее (20-24 часа) у абсолютного большинства

животных развивается катаральная пневмония. В 75% случаев уже на этой

стадии развивается серозно-фибринозный плеврит и в 50% случаев - перитонит,

что свидетельствует о высоких инвазивных свойствах возбудителя. У животных,

убитых через 24 часа после заражения, на фоне описанных

патологоанатомических изменений культуры возбудителя были выделены в 100%

случаев из лёгких и бронхиальных лимфатических узлов и в 25% случаев - из

крови. В более поздние сроки существенных изменений в характере

патологоанатомических изменений не наступало, за исключением резорбции

экссудата из полостей и появления у отдельных животных симптомов поражения

суставов конечностей и головного мозга. Гистологические исследования

(выполнены д.в.н., профессором Шубиным В.А.) позволяют охарактеризовать

изменения у экспериментально заражённых и естественно больных свиней как

септико-токсический процесс с поражением серозных покровов, паренхиматозных

органов, лимфатических узлов и центральной нервной системы.

Исследования показали, что типичные патоморфологические изменения

могут вызвать как капсулообразующие, так и бескапсульные формы возбудителя

при большей вирулентности первых.

По нашим данным изменения в лёгких, плевре, перикарде и перитонеуме

ассоциируются с локализацией в них возбудителя. Частота изоляции культур

H.parasuis из тканей и органов зависит от характера болезни и давности

процесса. При остром течении в результате экспериментального (трахеального)

заражения через 48-72 часа из лёгких культуры возбудителя выделили в 100%

случаев, плевры - 75%, перитонеума и перикарда -25%, бронхиальных

лимфатических узлов - 100%, селезёнки - 50%, крови - 25% случаев. При

бактериологическом исследовании поросят, павших с картиной острого

полисерозита, в естественных условиях культуры возбудителя выделили из

лёгких у 42,85%, перикарда - 92,2%, плевры - 71,42%, печени - 57,14%,

селезёнки - 66,66% животных. В более отдалённые сроки после

экспериментального заражения и от животных, павших в естественных условиях

с картиной подострого полисерозита, возбудитель выделяли реже и

преимущественно из плевры, лёгких, перикарда, перитонеума и средостенных

лимфоузлов.

Анализ возрастной заболеваемости поросят гемофилёзным полисерозитом

показал, что пик отхода приходится на возраст 35-60 дней. Появление отхода

поросят с явлениями гемофилёзного полисерозита совпадает со снижением титра

колостральных антител к H.parasuis (серовар Д), увеличением уровня

колонизации возбудителя в респираторном тракте. Согласно полученным данным,

H.parasuis является достаточно обычным компонентом нормальной микрофлоры

слизистых путей и на фоне описанных изменений, наряду с другими

этиологическими агентами, участвует в возникновении пневмоний у поросят

данной возрастной группы и ряде случаев это сопровождается развитием

септической стадии с поражением серозных оболочек, суставов и головного

мозга.

2.1.5.Обоснование критериев отбора материала для

бактериологического исследования на актинобациллёзную пневмонию и

гемофилёзный полисерозит.

Гемофилёзный полисерозит. Данные о диссеминации возбудителя

свидетельствуют о наибольшей частоте его выделения из поражённых серозных

оболочек, серозно-фибринозного экссудата. Выделение чистой культуры

возбудителя наиболее вероятно при исследовании пунктата из поражённых

суставов и перикарда. В замороженном патологическом материале H.parasuis

сохраняет жизнеспособность до 30 суток (режим хранения -18(С).

Актинобациллёзная плевропневмония. Независимо от характера течения

болезни возбудитель закономерно обнаруживается в поражённой ткани лёгких и

регионарных лимфатических узлах, что определяет характер материала,

отбираемого для бактериологического исследования. В патологическом

материале, заключённом в водно-глицериновую смесь ( температура хранения

4 --6(С), возбудитель сохраняет жизнеспособность в течение 15 суток, в

замороженном тканевом материале – до 45 суток.

6. Серологическая идентификация культур H.parasuis

A.pleuropneumoniae.

7. Методы и результаты серологической идентификации культур

H.parasuis.

Использовали кроличьи гипериммунные сыворотки против типовых штаммов

сероваров А, В, С, Д.

Дифференциация сероваров H.parasuis в пробирочной РА показала её

малую специфичность. Более эффективной для указанной цели оказалась РСК с

растворимыми антигенами.

Исследование в РСК с типовыми сыворотками 46 эпизоотических культур

H.parasuis, выделенных при генерализованных серозитах, позволило 47,82%

культур отнести к известным сероварам Бакоса. Штаммы серовара А составили

15,2%, В - 17,39%, С - 2,17%, Д-13,04%. В группе штаммов, выделенных из

лёгких при пневмониях (18шт), культуры серовара А составили 16,6%, В -

11,1%, С - 5,56%, Д -33,3%, нетипируемые -33,3%. В числе культур,

выделенных из носовой слизи клинически здоровых свиней (14 шт.), 35,7%

отнесены к серовару А, 14,2% -- к серовару Д, не удалось типировать 50%

штаммов.

В целом по всей группе из 78 штаммов H.parasuis было отнесено к

серовару А - 19,23%, В - 12,82%, С - 2,56%, Д - 17,95%, нетипируемые

культуры составили 47,44%.

Исследование нетипируемых культур в РСК свиноводства атисыворотками

против изоляторов этой же категории показало наличие ещё трёх

серологических вариантов и часть культур осталась за пределами этих групп.

Полученные данные позволяют заключить, что необходимо расширение числа

сероваров на базе схемы Бакоса, либо требуется создание новой схемы

серовариантной дифференциации с новыми типовыми штаммами.

Анализ серотиповой структуры культур, выделенных в пределах одного

хозяйства показал ассоциацию с генерализованными серозитами свиней

H.parasuis различной серовариантной принадлежности.

2.1.6.2. Методы и результаты серологической идентификации

культур A.pleuropneumoniae.

Для серовариантной дифференциации культур A.pleuropneumoniae

испытывали РА пробирочную, РА с 2-МЭ, РА на стекле, РНГА, РНГА с 2-МЭ, РКА

пробирочную на стекле, двухступенчатую РИФ. При внутривидовой

дифференциации в различных серологических реакциях типовых культур

A.pleuropneumoniae (серовары 1,2,3,4,5,6,7,8, 10,12) установлены

перекрёстные реакции между сероварами 3,6 и 8, 2 и 3, 1 и 2, 4 и 7.

Исследование двухсторонних антигенных связей в большинстве случаев

позволяет определить серовариантную принадлежность культур. Из группы

ускоренных серологических реакций для серологической идентификации наиболее

перспективна РКА с растворимыми антигенами.

При серологической идентификации 82 эпизоотических НАД--зависимых

культур бактерий, выделенных при фиброзно-геморрагических пневмониях свиней

и классифицированных как A.pleuropneumoniae отнесены к серовару 2 -12,9%, 3

-14,53%, 4 -8,53%, 6 -3,65%, бактериям «малой группы» -7,31%. Большую

группу штаммов серологически идентифицировать не удалось. Культуры

последней группы имели антигенное родство с сероварами 3,6,8,10, но при

исследовании в перекрёстной РА с адсорбцией были не идентичны им.

2.1.7. Результаты изучения широты распространения сероваров

A.pleuropneumoniae на основании серологических исследований.

Была предпринята попытка дать оценку циркуляции различных сероваров

A.pleuropneumoniae в свиноводческих хозяйствах одной из областей

центральной России по результатам серологических исследований. В РНГА

исследовали 639 сывороток крови свиней из десяти хозяйств. Установлено

преобладание антител к сероварам 1,4,6,3,2,12. При бактериологическом

исследовании в данном регионе культур сероваров 1 и 12 не выделяли. Причины

такой ситуации требуют дальнейшего изучения. В сыворотках крови некоторых

серопозитивных свиней удалось выявить нейтрализующие антитела к гемолизинам

A.pleuropneumoniae, что свидетельствует о наличии определённого иммунитета

к A.pleuropneumoniae.

2.1.8. Разработка и апробация ускоренных серологических методов

обнаружения антигенов A.pleuropneumoniae в патологическом материале.

Для обнаружения антигенов A.pleuropneumoniae непосредственно в

тканевом материале были испытаны реакции коагглютинации (РКА) и

двухступенчатой иммунофлуоресценции (РИФ).

Опыты показали, что РКА может быть использована для видовой и

серотиповой идентификации A.pleuropneumoniae. Серотиповую специфичность

результатов РКА удаётся повысить путём уменьшения дозы сыворотки для

сенсибилизации носителя и использования в реакции растворимых капсульных

антигенов. Более активные видовые диагностикумы удалось сконструировать при

использовании поливалентных сывороток, полученных от кроликов,

иммунизированных не моноантигенами, а смесью антигенов A.pleuropneumoniae

различных сероваров. Использование РКА как метода видовой идентификации

потребовало выяснения межвидовых антигенных связей A.pleuropneumoniae.

Изучали антигенное родство данного вида бактерий с A.suis, A.lignieresii,

P.multocida (А,В,Д), H.parasuis (A,B,C,Д), B.bronchiseptica, S.cholerasuis,

S.tiphimurium. Наиболее выраженное антигенное родство установлено с A.suis

и A.lignieresii, наличие которых в исследуемом материале может обусловить

ложноположительные результаты РКА.

Серовариантную дифференциацию типовых культур A.pleuropneumoniae

проводили в РИФ с предельными разведениями антисывороток первой ступени,

обеспечивающими свечение клеток свиноводства гомологичными реагентами на

четыре креста. Обнаружили перекрёстные реакции сероваров 1 и 2, 2,3 и 6,

3,2,6 и 8, 4 и 7, 10 и 12. Таким образом, надёжной серовариантной

дифференциации в ряде случаев добиться не удалось. Слабые перекрёстные

реакции интенсивностью на два креста получены с культурами A.suis,

A.lignieresii. Не отмечено перекрёстных реакций с P.multocida (А,В,Д),

H.parasuis (А,В,С,Д), E.coll, S.cholerasuis и S.tiphimurium.

При изучении специфичности РКА как метода обнаружения антигенов

возбудителя в органах и тканях исследовали супернатанты тканевых (лёгочных)

гомогенатов клинически здоровых свиней, морских свинок и получили

неспецифические замедленные положительные реакции. Для устранения

неспецифической аглютинации стафилококковые антительные диагностикумы

дополнительно обрабатывали нормальной кроличьей сывороткой, увеличивали

концентрацию альбумина в диагностикуме, прогревали исследуемый материал при

100(С (10,60 мин.) 120(С (15 мин.). Эффективной оказалась термическая

обработка материала. Необходимость прогревания исследуемого материала

заставила рассмотреть влияние этого фактора на антигены возбудителя.

Известно, что клетки A.pleuropneumoniae содержат специфические

термостабильные и – лабильные антигены (K.Mittal et al., 1987). Изучение

этого вопроса показало, что по термостабильности антигенов культуры можно

подразделить на группу термоустойчивых (сер.2,3,6,8,10) и термолабильных

(сер.1,7, штамм 202). У культур последней группы при кипячении (60 мин.)

снижалась активность антигенов в серологических реакциях, особенно

антигенов серовара 1 (шт.ССМ5869). Прогревание антигенов A.pleuropneumoniae

при 100(С в течении 10 минут на серологической активности антигенов

возбудителя, кроме серовара 1 не сказывается.

Возможность выявления антигенов возбудителя в тканевом материале

(лёгкие), при помощи РКА и РИФ первоначально изучали на морских свинках,

белых мышах и свиньях, заражённых культурами A.pleuropneumoniae, а также

A.suis и гемофильными бактериями «малой группы».

Результаты исследований показали совпадение данных бактериологии РИФ

и РКА. Слабые положительные реакции были получены с тканевым материалом,

содержащим A.suis.

При исследовании лёгочной ткани от 78 свиней с явлениями пневмонии из

29 материалов были выделены микоплазмы, из 15 -стафилококки или

стрептококки, изменений 16 - P.multocida, из 2 - P.multocida и гемофильные

бактерии «малой группы», из 7 - гемофильные бактерии «малой группы», из 9 -

S.cholerasuis. При наличии в патологическом материале P.multocida в двух

случаях были получены позитивные результаты РКА с диагностикумом против

штамма №202 («малая группа»), не подтверждённые данными бактериологии. В

остальных случаях при исследовании материалов, содержащих указанные выше

гетерологичные виды бактерий результаты РКА и РИФ были отрицательными. В

девяти случаях изоляции культур «малой группы» данные бактериологических

исследований, РКА и РИФ совпали.

Полученные данные позволяют оценить РКА и РИФ как достаточно

специфические и чувствительные методы обнаружения антигенов

A.pleuropneumoniae. Преимуществом РКА является возможность исследования

длительно хранившегося материала и выявления растворимых антигенов.

2.2. Разработка и испытание экспериментальных образцов

инактивированной вакцины против актинобациллёзной плевропневмонии свиней.

Возрастная заболеваемость свиней актинобациллёзной плевропневмонией

диктует необходимость вакцинации просят-отъёмышей и проблема реактогенности

препарата актуальна. Исследование остаточной токсичности инактивированных

цельноклеточных суспензий A.pleuropneumoniae в тесте прироста массы мышей

показало высокие её уровни. Из испытанных способов инактивации наиболее

эффективным оказалась обработка формальдегидом (0,2%) с последующей

выдержкой бактериальных взвесей при 4-6(С в течении 30-45 суток. Различия

сравниваемых показателей по этому препарату, а также инактивированных 0,1%

формальдегида и тиомерсалом были достоверны, на уровне значимости от Р(0,01

– до Р(0,05 (в зависимости от сроков хранения). Полученные данные были

учтены в технологии изготовления инактивированной эмульгированной вакцины.

Испытание вакцины такого типа на 21,38 – 40 - дневных поросятах и

супоросных свиноматках показало её безвредность.

В качестве лабораторных моделей для испытания специфической

активности инактивированной вакцины были испытаны морские свинки живой

массой 200—250г и белые мыши живой массой 14-16г. Мышей вакцинировали

подкожно, двукратно с интервалом 10 суток в дозе [pic] с последующим

определением ЛД50 заражающей культуры на вакцинированных и контрольных

животных («внутрибрюшинная модель»). ЛД50 культуры, установленная на

вакцинированных животных пятикратно, превышала тот же показатель,

полученный на контрольных животных.

Морских свинок акционировали однократно различными дозами вакцины с

последующим интраназальном заражении гомологичной культурой в дозе [pic]

(«лёгочная модель»). Подобный методический подход позволил определить ИМД50

вакцины. По нашему мнению, «лёгочная модель» предпочтительнее, поскольку

этот метод соответствует естественным входным воротам возбудителя инфекции.

С другой стороны, об эффективности иммунизации можно дополнительно судить

по наличию поражений в лёгких их массивности. Определённую информацию дают

показатели серологического ответа - между объёмом поражённой лёгочной ткани

и среднегрупповыми титрами антител (РСК) установлена функциональная

обратная зависимость [pic]

Исследовали влияние типа адъюванта на иммунологическую эффективность

инактивированной вакцины. В качестве адъювантов использовали гидрат окиси

алюминия и масляный адъювант на основе лёгкого минерального масла.

Эмульгированной вакциной привили 315 поросят (полсектора) в неблагополучном

по актинобациллёзной плевропневмонии хозяйстве, 317 свиней этого же сектора

служили контролем. Гидроокись -алюминиевую вакцину ввели 647 поросятам,

контролем служили 652 животных. Наблюдение за животными вели в течении 86

дней, заболевание свиней актинобациллёзной плевропневмонией наблюдали во

всех группах. Индекс и коэффициент эффективности эмульгированной вакцины в

этом опыте составил соответственно 7,95 и 8,42%. Аналогичные показатели в

группе свиней привитых РОА вакциной были соответственно 3,12 и 67,98%, что

свидетельствует о большей эффективности эмульгированной вакцины.

При конструировании инактивированной вакцины, исходя из полученных данных о

накоплении в культуральной жидкости экзотоксина, гемолизина и капсульной

субстанции, исследовали влияние растворимых антигенов бульонных культур на

её иммуногенность. В опыте на белых была определена ИМД50 эмульгированной

вакцины приготовленной на основе бульонных культур и отмытых клетках

возбудителя. ИМД50 вакцины первого типа составила [pic] микробных клеток, у

вакцины второго типа ИМД50 не удалось рассчитать, так как процент защиты

при избранных дозах вакцины не превысил 36,36%. Следовательно, включение

растворимых компонентов реакторных культур возбудителя в состав

инактивированных вакцин необходимо.

При отработке оптимальной схемы иммунизации свиней инактивированной

эмульгированной вакциной исследовали влияние кратности её введения на

уровень иммунитета у свиней. В одном случае свиньям (8 голов) вводили [pic]

вакцины однократно, в другом случае – дробно 1 и2 [pic] интервалом 10 суток

(8 голов). Свиней заразили через 20 дней после вакцинации интраназально в

дозе [pic] Установлено, что среди свиней, вакцинированных двукратно,

летальных исходов не было. Из числа привитых однократно погибло 50%

животных. Между животными этих групп также выявлена достоверная разница по

высоте титров антител (РА). Исходя изменений полученных данных можно

заключить, что результаты серологических реакций могут служить косвенным

групповым показателем формирования иммунитета.

Исследовали влияние суммарной дозы антигена при двукратной (интервал

- 15 суток) вакцинации свиней эмульгированной вакциной на состояние

иммунитета. Установлено, что среди привитых различными дозами вакцины

свиней (16 голов) при контрольном интраназальном заражении [pic] летальных

исходов не было, в контроле погибло 50% животных. Среди животных, привитых

вакциной в суммарных дозах 10,6,4 и 2 [pic], объём поражённой лёгочной

ткани в среднем по группам соответственно составил 5,25(6,70, 5,94(8,01,

5,69(10,24, 10,50(8,57%. У контрольных свиней было поражено 25,1% лёгочной

ткани. Различия в титрах комплементсвязывающих антител у вакцинированных

животных перечисленных групп перед заражением были статистически не

достоверны, также не достоверны различия по объёму поражённой лёгочной

ткани. Свиноводства учётом заболеваемости, количества летальных исходов и

объёма поражённой лёгочной ткани мы считаем оптимальной дозу вакцины 4

[pic] [pic], введённую по схеме 1+3 [pic].

Исследовали сроки формирования и длительность иммунитета у свиней,

привитых однократных эмульгированной вакциной в дозе 5[pic] с контрольным

интраназальным заражением через 10, 30 и 60 дней после иммунизации. Исходя

из уровня защиты вакцинированных животных указанных групп и площади

поражённой лёгочной ткани, близкие показатели состояния иммунитета имели

свиньи через 10 и 30 дней со снижением к 60 дню после вакцинации. Между

показателями защиты (%) и площади поражения лёгочной ткани выявлена

обратная функциональная зависимость (r= -1). Значительная заболеваемость

свиней актинобациллёзной плевропневмонией в первый период откорма в

неблагополучном хозяйстве, с учётом полученных данных, свидетельствует о

необходимости ревакцинации свиней в период передачи на откорм.

Определение иммуногенности вакцины в опытах на белых мышах в процессе

хранения при 4-6(С показало, что в интервале 1-11 месяцев ИМД50 препарата

колебалась в пределах [pic] микробных клеток, что позволяет говорить о

малом изменении активности препарата в указанные сроки.

С учётом результатов испытания различных типов инактивированных

вакцин на лабораторных животных и свиньях была проведена апробация

экспериментальных образцов вакцин против актинобациллёзной плевропневмонии

свиней в производственных условиях.

Первоначально эмульгированная вакцина была испытана на безвредность и

иммунологическую эффективность на ограниченном контингенте свиней

различного возраста в хозяйстве, неблагополучном по актинобациллёзной

плевропневмонии свиней. В последующем в этом же хозяйстве проводилась

поголовная вакцинация животных по следующей схеме: внутримышечно

свиноматкам за 20-25 дней до ожидаемого опороса в дозе 1 [pic], аналогичную

дозу вводили ремонтным свинкам, поросят вакцинировали в дозе 1[pic] в

возрасте 35 - 40 дне й. В период проведённых исследований вакцинации было

подвергнуто 1677,4 тысячи свиней.

Исследования показали, что до начала вакцинации падёж свиней с

диагнозом актинобациллёзной плевропневмонии составил 30,22% от общего

количества павших животных, при частичной вакцинации поголовья -12,28%, при

полной вакцинации - 8,89%. Между уровнем вакцинации и падёжом свиней от

актинобациллёзной плевропневмонии установлена достаточно сильная обратная

связь ( r= -0,71). Применение вакцины обеспечило снижение отхода свиней по

причине актинобациллёзной плевропневмонии, в зависимости от анализируемого

периода в 3 - 5 раз и увеличение живой массы поросят на 7,42 - 8,29 кг при

передаче на откорм. Частота терапевтического вмешательства ветеринарного

персонала в группах вакцинированных поросят была в 2,11 раза реже, чем

среди не вакцинированных животных.

Выводы

Исследование таксономического положения эпизоотических штаммов НАД--

зависимых бактерий, выделенных при пневмониях и генерализованных серозитах

свиней методом нумерического анализа, позволило дифференцировать их по

фенотипическим свойствам на кластеры, соответствующие видам Actinobacillus

(Haemophilus) pleuropneumoniae, Haemophilus parasuis и таксону гемофильных

бактерий «малая группа». Культуры кластера Actinobacillus (Haemophilus)

pleuropneumoniae имеют большее фенотипическое сходство с видами рода

Actinobacillus (91,23) и меньшее с представителями рода Haemophilus

(81,99%). На уровне подобия 95% бактерий кластера «малая группа» выделяются

в самостоятельный таксон.

Генетический анализ таксономического положения референтных и эпизоотических

НАД--зависимых штаммов Actinobacillus (Haemophilus) pleuropneumoniae и

культур P.haemolytica - подобных бактерий (2-ой биовар A.pleuropneumoniae)

показал, что они образуют генетическую общность с уровнем гомологии ДНК 70-

98%. ДНК культур 2-го биовара и эпизоотических штаммов A.pleuropneumoniae

имеют гомологию с ДНК A.suis – 33 - 38%, с ДНК H.parasuis и P.multocida –

не более 9%, что свидетельствует о принадлежности эпизоотических и

референтных штаммов к роду Actinobacillus, но не Haemophilus и Pasteurella.

Референтный штамм J 95 гемофильных бактерий таксона «С» по результатам

гибридизации ДНК к роду Haemophilus не относится.

Результаты изучения таксономического положения НАД--зависимых бактерий,

выделенных при пневмониях и серозитах свиней, позволили определить в

качестве основных дифференцирующих фенотипических признаков:

НАД—зависимость, образование щелочной фосфатозы, уреазы, гемолизина,

кислоты из ксилозы, маннита, маннозы. Для дифференциации культур

НАД—независимого биовара A.pleuropneumoniae от сходных бактерий минимальный

набор определяемых признаков включает продукцию индола, уреазы, утилизацию

цитратов, наличие жгутиков. Для установления ферментативных свойств НАД--

зависимых бактерий можно использовать дифференциально - диагностические

среды в микрообъёмах и диагностический набор ПБДЭ Горьковского НИЭМ, что

исключает использование чистого НАД или других его источников как факторов

роста.

К A.pleuropneumoniae и H.parasuis чувствительны при внутрибрюшинном и

интраназальном заражении морские свинки (живая масса 200-250г) и белые мыши

(живая масса 14-16г), которые могут быть использованы для определения

патогенных свойств культур, изучения вопросов пато - и иммуногенеза при

этих инфекциях.

Входными воротами возбудителя инфекции при гемофилёзном полисерозите

являются органы дыхания. При экспериментальном (трахеальном) заражении

свиней H.parasuis инкубационный период составляет 6-8 часов. У заражённых

свиней развивается катаральная пневмония и, в результате диссеминации

возбудителя, генерализованные серозиты с одновременным поражением серозных

оболочек грудной, брюшной полостей, пери – и эпикарда.

В естественных условиях H.parasuis вызывает у поросят-отъёмышей пневмонию,

у части животных развивается септическая стадия с поражением серозных

оболочек, суставов, головного мозга. У отдельных поросят встречается

классическая форма болезни Глессера - генерализованные серозиты без

микроскопически выраженной пневмонии. У экспериментально заражённых и

естественно больных свиней наиболее часто удаётся изолировать H.parasuis из

поражённых серозных оболочек.

Входными воротами возбудителя инфекции при актинобациллёзной

плевропневмонии свиней являются органы дыхания. Инкубационный период при

экспериментальном интраназальном заражении составляет 2-4 часа, контактном

– до 3 суток, в естественных условиях – 2-8 суток. Диссеминация возбудителя

в организме заражённых животных происходит на фоне имеющихся изменений в

лёгких. Наиболее постоянно культуры возбудителя удаётся изолировать от

экспериментально заражённых и естественно больных животных из поражённой

ткани лёгких и регионарных лимфатических узлов.

Культуры A.pleuropneumoniae на начальной стадии логарифмического роста

синтезируют термолабильные гемолизин и экзотоксин, которые определяют

повышенную вирулентность молодых (6-8- часовых) культур возбудителя и

играют существенную роль в развитии патологических изменений в лёгких

заражённых животных.

Макроскопически сходные изменения в лёгких свиней могут вызвать

A.pleuropneumoniae, гемофильные бактерии «малой группы» и A.suis , поэтому

решающее значение в диагностике актинобациллёзной плевропневмонии имеют

результаты бактериологического исследования.

При серологической идентификации эпизоотических культур H.parasuis

установлено наличие сероваров А,В,С,Д, Бакоса, а также выявлены четыре

серологические группы штаммов, не укладывающиеся в известную схему Бакоса,

которая не охватывает всего антигенного многообразия вида.

Серологическая идентификация эпизоотических культур A.pleuropneumoniae,

выделенных от свиней в хозяйствах Российской Федерации, выявила наличие

сероваров 2,3,4,6 и группы нетипируемых штаммов. Исследования в РНГА

сывороток крови свиней из различных хозяйств показало доминирование антител

к сероварам 1,2,4,6,12.

На основании проведённых исследований разработана и используется в практике

схема лабораторной диагностики актинобациллёзная ( гемофилёзная )

плевропневмонии и гемофилёзного полисерозита свиней, включающая: правила

взятия материала для бактериологического исследования, методы выделения и

идентификации культур возбудителя по биологическим свойствам. Также

разработаны и рекомендованы методы видовой и серовариантной идентификации

культур A.pleuropneumoniae и обнаружения антигенов этого вида бактерий в

патологическом материале при помощи реакции коагглютинации.

Разработана и предложена технология изготовления, контроля использования

вакцины против гемофилёзной (актинобациллёзная) плевропневмонии свиней,

что нашло отражение в соответствующих нормативных документах: «Инструкция

по изготовлению и контролю вакцины против гемофилёзной плевропневмонии

свиней», «Вакцина против гемофилёзной плевропневмонии свиней

эмульгированная. Технические условия ТУ 10-09-53-90». «Наставление по

применению вакцины против гемофилёзной плевропневмонии свиней

эмульгированной», утверждённых ГУВ ГК Совмина СССР по продовольствию и

закупкам 11.07.1990г.

Инактивированные вакцины из клеток A.pleuropneumoniae обладают значительной

остаточной токсичностью. Эффективное снижение токсичности готовых

препаратов достигается инактивацией бактериальных суспензий 0,2%

формальдегида с последующим выдерживанием до употребления при 4-6(С в

течение 45 суток.

В качестве лабораторных моделей при оценке иммуногенности инактивированных

актинобациллёзных вакцин могут быть использованы белые мыши – подкожная

двукратная иммунизация с последующим внутрибрюшинном заражением различными

дозами вирулентной культуры, или морские свинки в варианте подкожной

вакцинации с последующим интраназальном заражением.

Максимальной иммуногенностью для свиней обладают инактивированные

эмульгированные вакцины из клеток A.pleuropneumoniae с включением в их

состав растворимых антигенов, накапливающихся в реакторных культурах в

процессе роста.

В опытах прямого заражения при испытании эффективности иммунизации в

условиях неблагополучного хозяйства установлено, что разработанная

инактивированная вакцина не защищает полностью иммунизированных свиней от

заражения, но обеспечивает более лёгкое течение болезни, в частности

снижается отход в 3-5 раз, частота терапевтического вмешательства снижается

в 2,11 раза, увеличивается живая масса поросят при передаче на откорм на

7,42 – 8,29кг, что позволяет рассматривать вакцинацию как экономически

целесообразный составной компонент комплекса лечебно-профилактических

мероприятий по борьбе с актинобациллёзной плевропневмонией свиней.

Практические предложения.

Временные методические указания по лабораторной диагностике гемофилёзного

полисерозита поросят. Рекомендованы МСХ СССР 17.01.1978г. № 116-18.

Временные методические указания по лабораторной диагностике гемофилёзной

плевропневмонии свиней. Утверждены ГУВ МСХ СССР 16.04.1981г.

Методические указания по диагностике гемофилёзов свиней. Утверждены ГУВ

МСХ СССР 2.11.1985г. № 115-6а.

Методические указания на изготовление и применение коагглютинирующего

антительного диагностикума для экспресс – идентификации Гемофилюс

плевропневмоние и индикации возбудителя в патологическом материале.

Утверждены отделением ветеринарии РАСХН 16.02.1993г.

Временная инструкция о мероприятиях по борьбе с гемофилёзами свиней.

Утверждена ГУВ МСХ СССР 2.11.1985г. № 115--6а.

Инструкция по изготовлению и контролю вакцины против гемофилёзной

плевропневмонии свиней. Утверждена ГУВ МСХ СССР 11.07.1990г.

Вакцина против гемофилёзной плевропневмонии свиней эмульгированная.

Технические условия ТУ 10-09-53-90. Утверждены ГУВ МСХ СССР 11.07.1990г.

Наставление по применению вакцины против гемофилёзной плевропневмонии

свиней. Утверждено ГУВ МСХ СССР 11.07.1990г.

Список опубликованных работ.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Тарасенок Н.И. и др. -

Инфекционный полисерозит поросят // Свиноводство, 1976 №11,35-36.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Гумбатов Ю.К. - Патогенность возбудителя

гемофилёзного полисерозита для лабораторных животных и поросят // Труды

ВИЭВ, 1977, Т.45,50-54.

Скородумов Д.И., Гумбатов Ю.К. - Выделение возбудителя гемофилёзного

полисерозита и изучение некоторых его свойств // Бюл. ВИЭВ, 1977, вып.21,14-

17.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Гумбатов Ю.К. - Роль бактерий рода Гемофилюс

в инфекционной патологии животных // Ветеринария, 1978, №5,102-108.

Временные методические указания по лабораторной диагностике гемофилёзного

полисерозита свиней (ГУВ МСХ СССР. 17.10.1978) / Сидоров М.А., Скородумов

Д.И.

Шубин В.А., Сидоров М.А., Андрыишин..., Скородумов Д.И. -

Патоморфологические изменения у больных полисерозитом поросят // Труды

ВИЭВ, 1978, т.47,135-141.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Шубин В.А., Тарасенок Н.И., Гумбатов Ю.М. -

Экспериментальный гемофилёзный полисерозит поросят // Труды ВИЭВ, 1979,

т.49,90-95.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Тарасенок Н.И., Гумбатов Ю.К. -

Иммуногенность вакцины против гемофилёзного полисерозита поросят // Доклады

ВАСХНИЛ, 1980, №8,30.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Гумбатов Ю.К., Тарасенок Н.И. -

Серологические варианты гемофильных бактерий выделенных от свиней //

Ветеринария, 1980, №4,66-67.

Скородумов Д.И., Сидоров М.А. - Характеристика гемолитических гемофильных

бактерий выделенных от больных пневмонией свиней // Труды ВИЭВ, 1980,

т.52.,13-18.

Шубин В.А., Сидоров М.А., Скородумов Д.И. - Динамика изменений в лёгких

поросят при экспериментальном инфекционном полисерозите // Сборник

«Патоморфология, патогенез и диагностика болезней с\х животных». Научные

труды ВАСХНИЛ, Москва,1980, 128-131.

Сидоров М.А.. Скородумов Д.И. - Свойства Гемофилюс плевропневмоние

выделенных от больных свиней // Ветеринария, 1981, №1,45-47.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Лаврентьев Н.И., Мицаев Ш.Ш., Романова

Л.Я., Юдин А.И. - Диагностика гемофилёзной плевропневмонии свиней //

Ветеринария, 1981, №12, 66-68.

Временные методические указания по лабораторной диагностике гемофилёзной

плевропневмонии свиней (ГУВ МСХ СССР.1981 / Сидоров М.А., Скородумов Д.И.).

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Панов В.С., Гушин В.Н., Седов В.А. -

Вакцина против гемофилёзной плевропневмонии свиней, способ её изготовления

и способ профилактики гемофилёзной плевропневмонии свиней. Авт.

свидетельство на изобретение № 907899 от 21.10.81г.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Тарасенок Н.И., Шубин В.А. - Способ

приготовления вакцины против гемофилёзного полисерозита поросят. Авт.

свидетельство на изобретение № 957472 от 07.05.1982г.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Гущин В.А. - Не допускайте заболевания

свиней гемофилёзами // Газета - плакат МСХ СССР, Москва, Колос, 1982, № 7.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Лаврентьев Н.И. - Специфическая профилактика

гемофилёзной плевропневмонии свиней // Сборник «Ветеринарные проблемы в

промышленном свиноводстве», Киев, 1983, 97-98.

Лаврентьев Н.И., Скородумов Д.И., Романова Л.Я., Финенко Р.Ф. - Применение

РА в диагностике гемофилёзной плевропневмонии свиней // Сборник научных

трудов «Инфекционные болезни с\х животных», Омск, 1983.

Скородумов Д.И., Гумбатов Ю.К., - Потребность бактерий рода Гемофилюс в

ростовых факторах. // Бюллетень ВИЭВ, 1983, вып.45, 6-9.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Лаврентьев Н.И. - Гемофилёзная

плевропневмонии свиней // Свиноводство, 1984, №4,14-15.

Временная инструкция о мероприятиях по борьбе с заболеваниями свиней

гемофилёзами (ГУВ МСХ СССР 2.11.1985) / Сидоров М.А.

Методические указания по диагностике гемофилёзов свиней (ГУВ МСХ СССР

2.11.1985) / Сидоров М.А., Скородумов Д.И.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Логинов И.А., Лаврентьев Н.И. -

Профилактика гемофилёзной плевропневмонии свиней // Ветеринария, 1985, №

12,37-38.

Шубин В.А., Татришвили И.П., Сидоров М.А., Скородумов Д.И. -

Патоморфологические изменения при гемофилёзной плевропневмонии поросят //

Ветеринария, 1985, № 11, 40-43.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И. - Гемофилёзы животных. Агропромиздат.М.1986.

Сидоров М.А., Мицаев Ш.Ш., Скородумов Д.И. - Патогенность

H.pleuropneumoniae для животных // Ветеринария, 1989, № 11, 39-41.

Вакцина против гемофилёзной плевропневмонии свиней эмульгированная.

Технические условия ТУ 10-09059-90 (ГУВ МСХ СССР 11.07.1990) / Сидоров

М.А., Скородумов Д.И., Логинов И.А., Субботин В.В., Мохина Т.Н.

Инструкция по изготовлению и контролю вакцины против гемофилёзной

плевропневмонии свиней эмульгированной (ГУВ МСХ СССР 11.07.1990) / Сидоров

М.А., Скородумов Д.И., Логинов И.А., Субботин В.В.

Наставление по применению вакцины против гемофилёзной плевропневмонии

свиней эмульгированной (ГУВ МСХ СССР, 11.07.1990) / Сидоров М.А..

Скородумов Д.И., Логинов И.А. Субботин В.В.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Столяренко В.Т., Субботин В,В. -

Специфическая профилактика гемофилёзного полисерозита поросят // ВАСХНИЛ,

НТЦ. Научно-технической информационный сборник. Москва,1991, вып.9.

Сидоров М.А., Лаврентьев Н.И., Субботин В.В., Логинов И.А., Скородумов

Д.И. - Эффективность вакцинации против гемофилёзной плевропневмонии свиней

// Ветеринария, 1991, № 4,25-27.

Скородумов Д.И., Бурлаков В.А., Костенко Т.С. - Таксономия бактерий

семейства Pasteurellaceae // Методические указания. Москва, 1991.

Скородумов Д.И., Сидоров М.А., Пруссак-Глотов В.Э. - Возбудители

фибринозно-геморрагической плевропневмонии свиней // Ветеринария, 1992,

№6,21-24.

Фомин Б.А., Коромыслов Г.Ф., Артюшин С.К., Скородумов Д.И., Сидоров М.А. -

Гомология ДНК H.pleuropneumoniae и некоторых видов бактерий семейства

Pasteurellaceae // Ветеринария, 1992, № 6,28-30.

Скородумов Д.И., Сидоров М.А., Блему Ж. - Методические указания на

изготовление и применение коагглютинирующего диагностикума для экспресс -

идентификации Гемофилюс плевропневмонии и индикации возбудителя в

патологическом материале // Отделение ветеринарии РАСХН. 13.02.1993.

Скородумов Д.И. - Свойства гемолизинов возбудителя актинобациллёзной

плевропневмонии свиней // Сборник научных трудов «Актуальные вопросы

инфекционных и инвазионных болезней животных». Москва, 1995, 50-52.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Федотов В.Б. - Определитель зоопатогенных

бактерий (справочная книга) М., Колос, 1995.

Сидоров М.А., Скородумов Д.И., Блему Ж. - Применение реакции

коагглютинации для идентификации возбудителя актинобациллёзной

плевропневмонии свиней // Материалы Всероссийской научной конференции

«Инфекционные болезни молодняка с\х животных». М., 1996, 47-49.

Скородумов Д.И., - Критерии дифференциации гемофильных бактерий патогенных

для свиней // Сборник научных трудов «Актуальные вопросы инфекционных и

инвазионных болезней животных», Москва, 1996, 106-109.

Скородумов Д.И. - Патогенные свойства культур возбудителя гемофилёзной

плевропневмонии свиней // Сборник научных трудов «Актуальные вопросы

инфекционных и инвазионных болезней животных», Москва, 1996, 104-106.

Страницы: 1, 2